Інформація

Чи будуть сперматозоїди виявляти хемотаксис щодо сахарози?

Чи будуть сперматозоїди виявляти хемотаксис щодо сахарози?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Мені було цікаво, чи сперматозоїди виявлятимуть хемотаксис щодо сахарози? Один із моїх друзів сказав мені, що сперматозоїди гинуть у присутності солей. Тому я думаю, що сперматозоїди віддаляться від солі. Хтось може дати мені будь -яке посилання, пов'язане з цією сферою.


ОНОВЛЕННЯ (Відповідь, чому сахароза?):

Тому я мав би пояснити речі. Я думав провести експеримент, взявши деякі сперматозоїди та їх вплив на цукор і сіль, а потім побачити це під мікроскопом складного зйомки. Оскільки я не біолог, я хотів отримати поради. Загальнодоступними речовинами, які спали мені на думку, були цукор і сіль.


Якщо ви пошукаєте в Google "сахарозу хемотаксису сперми", ви дізнаєтесь деякі цікаві речі. Примітно, що стаття Вікіпедії про хемотаксис сперматозоїдів вказує на те, що важливими хемоаттрактантами для сперми (речами, які притягують сперму за допомогою хемотаксису) є різні сигнальні молекули, що виділяються яйцеклітиною.

Незрозуміло, чому ви неодмінно думаєте, що сахароза притягує сперматозоїди або що сіль відштовхує їх. У першому випадку (сахароза) не очевидно, чому сперматозоїди очікують побачити сахарозу. Якщо я добре пам’ятаю, сахароза насправді досить рідкісна у фізіології тварин, за винятком джерела енергії в рослинах, які їдять тварини; а сахароза значною мірою розщеплюється на моносахариди ще до того, як покине тонкий кишечник, тому вона не циркулює в організмі. Наприклад, лабораторний протокол для вивчення хемотаксису сперматозоїдів тварин пропонує додавати сахарозу як ущільнювач, який не заважає хемотаксису, припускаючи, що сперма досить незалежна від сахарози. У другому випадку (сіль) не очевидно, що сперматозоїди обов’язково уникатимуть того, що їх вбиває. Ці речі можуть бути пов'язані з виконанням своєї роботи! Очікується, що більшість сперматозоїдів загине в репродуктивній стратегії людини.

Простими словами: існує величезна кількість сперматозоїдів, які дуже важко конкурують між собою, щоб знайти і запліднити яйцеклітину, а не знайти сахарозу або уникнути солі. Хемотаксис, який демонструють сперматозоїди, допоможе їм досягти цієї мети. Тож здається (згідно з Вікіпедією), що вони слідують за сигналами, які говорять «яйце», а не за тими, що говорять «цукор».

Оновлення: Вибачте, тільки що побачив оновлення щодо Q. Дякую за роз’яснення- звучить весело! Мені було цікаво про складні скопи.

Якщо ви хочете провести експеримент, то, я думаю, ви дійсно чудово почали знати, що сіль перешкоджає їх рухливості. Це контрольний експеримент, напр. перше, що ви повинні зробити, переконатися, що світ працює так, як кажуть інші люди. (Перше правило експериментальної науки: ніколи нікому не довіряйте!). Знайдіть протокол, який передбачає інгібуючу сперму концентрацію солі (в ідеалі кошерну сіль, а не кухонну сіль, у якій є купа інших речовин, таких як йод). Покладіть сперматозоїди в таку концентрацію солі, а потім також у середовище, де вони повинні проявляти хемотаксис (протокол, до якого я посилався, може бути корисним тут). Подивіться, чи можна відтворити інгібування солі, в ідеалі в середовищі, яке в іншому випадку ідентичне середовищу, що дозволяє хемотаксис.

Далі спробуйте інші речі. На жаль, хемоаттрактанти - це, ймовірно, білки/маленькі молекули, які не можна купити в супермаркеті. Але ви можете спробувати проявити творчість. Я не можу етично рекомендувати вам намагатися знайти джерело людини, тому що це досить швидко стає дивним, хоча це очевидна пропозиція (я припускаю, що ви говорите про людську сперму). Потенційно є джерело тваринного походження для таких речей, яке не надто дороге.

Однак можна сказати до біса хемоаттрактанти та хемотаксис і спробувати просто зрозуміти рухливість сперматозоїдів. Ви можете спробувати інші осмотичні удари, з простими дешевими хімікатами, такими як гліцин. Схоже, є певна література, що іони кальцію впливають на рухливість сперматозоїдів. Або ви можете пограти з pH, використовуючи оцет або луг, або температуру. Б'юсь об заклад, що все це впливає на рухливість сперматозоїдів (ймовірно, на гірше). Або ви можете спробувати ефекти різних дивних трав хіпі з магазину здорової їжі. Здається, ви просто шукаєте легкий, веселий експеримент, і якщо це ваша мета, то я пропоную вам спробувати багато речей і подивитися, що станеться. Так ви, швидше за все, знайдете щось цікаве.

Якщо вам потрібен більш продуманий експеримент, то я вважаю, що варто вашого часу сісти і спробувати прочитати, як діють сперматозоїди, а потім розробити експеримент, який дійсно чітко перевіряє гіпотезу. Я тут не експерт, але стаття Йошіди, на яку я посилаюся, виглядає так, ніби вона має хороший огляд літератури.

Сподіваюся, це допоможе.


Навіть при слабкості запах яєчників притягує клітини сперми

Миші, як відомо, мають гострий нюх, але нове дослідження показує, що не тільки їх ніс вміє сприймати запах.

В аналітичній хімії цього тижня вчені з університету Індіани Блумінгтон повідомляють про біохімічну техніку, яка дозволяє клітинам сперматозоїдів миші слідувати за найслабшим запахом. Навіть коли екстракти яєчників були розведені в 100 000 разів, деякі клітини сперматозоїдів все ще знайшли свій слід.

«Відомо, що сперма проявляє хемотаксис щодо екстрактів з різних жіночих репродуктивних органів, але роль хемотаксису в репродукції невідома», - сказав доцент хімії IUB Стівен К. Джейкобсон. "Хімічні речовини, які насправді притягують сперму, не були виявлені. Систематичне вивчення різних сполук, що виділяються жіночими репродуктивними органами в різних умовах, може поглибити наше розуміння цих процесів".

Розуміння того, чому, як і коли сперма притягується до яєчників, може допомогти вченим зрозуміти проблеми із зачаттям людини.

"Дефекти хемотаксису сперми можуть бути причиною безпліддя, і, отже, хемотаксис сперми потенційно може використовуватися як діагностичний інструмент для визначення якості сперми або як терапевтична процедура при чоловічому безплідді", - сказав Джейкобсон.

Проект є співпрацею між дослідницькими групами на чолі з Якобсоном та заслуженим професором хімії IUB Мілошем В. Новотним. Їх робота призвела до розробки пристрою "протікання", свого роду рідкої бігової доріжки для клітин сперми, яка дозволяє дослідникам стежити за бічним рухом сперми, коли клітини пропливають через рідке середовище.

Пристрій подає три потоки рідини в одну камеру. За камерою потоки поділяються на три вихідні потоки. Швидкість потоку можна регулювати простим збільшенням або зниженням висоти вихідного середовища, в цьому випадку буферного розчину. Дослідники прикріпили до пристрою мікроскоп і камеру, а потім записали відео сперми під час аналізу.

"Ми об'єднали в мікрожидкостному пристрої здатність генерувати хімічний градієнт з транспортуючими клітинами сперми для оцінки хемотаксису сперми", - сказав Якобсон. "Використання мікрофлюїдних пристроїв є ідеальним підходом для точного контролю хімічного градієнта і точного відстеження хемотактичних подій. Ця комбінація призвела до більшої повторюваності в експериментальних умовах протягом аналізів, що наразі неможливо зі звичайними аналізами. Ці результати є важливим першим кроком до створення простої у використанні платформи для швидкої оцінки та кількісної оцінки хемотаксису ".

Дослідники сподіваються, що їх пристрій допоможе іншим вченим більш точно досліджувати хемотаксис усіх типів клітин. Метод також усуває явище "захоплення", що призводить до неоднозначності результатів дослідження.

"Здатність диференціювати хемотаксис від пастки допомагає визначити, чи сперматозоїди були притягнуті до досліджуваної речовини або швидкість плавання була знижена близько до досліджуваної речовини", - сказав Якобсон. «В останньому випадку досліджувана речовина могла негативно вплинути на сперматозоїди, що призвело до пригнічення їх руху».

Новотні - викладач випускників хімії Lilly на кафедрі хімії університету Індіани в Блумінгтоні, де він також керує Інститутом досліджень феромонів.

Вчені IUB Сачіко Кояма і Драгос Амарі керували експериментами, їм допомагала Хелена А. Сойні. Дослідження було підтримано Університетом Індіани та Фондом випускників кафедри хімії Ліллі. Analytical Chemistry — журнал Американського хімічного товариства.

Джерело історії:

Матеріали надані Університет Індіани. Примітка. Вміст можна редагувати за стилем та довжиною.


Голкошкірі, частина В

Хусейн Хамзе, . У. Бенджамін Каупп, у Методи в біології клітини, 2019

1.1 Шлях сигналізації

Хемотаксис сперматозоїдів в основному вивчали у морських їжаків, але також і в інших морських безхребетних (Carre & amp Sardet, 1981 Guerrero et al., 2010 Kaupp, 2012 Shiba, Baba, Inoue, & amp Yoshida, 2008 Ward, Brokaw, Garbers, & amp Vacquier, 1985). Морські їжаки живуть колоніями на морському дні і випускають яйця і сперму в морську воду для зовнішнього запліднення. Після нересту гамети виділяються потоком води в макроскопічному масштабі. Яйця морського їжака мають діаметр приблизно 75-150 мкм. Щоб збільшити свій ефективний цільовий об’єм на кілька порядків, яйця вивільняють видоспецифічні хемоаттрактантні пептиди (довжиною 8–15 амінокислот). Хемоатрактант з морського їжака A. punctulata, названий resact, складається з 14 амінокислотних залишків. Оцінка показує, що сперматозоїди притягуються до яйцеклітини з відстані приблизно 0,5 см (Kashikar et al., 2012).

Надати повний опис усіх залучених молекул виходить за рамки цього огляду. Для більш детального резюме ми звертаємось до попередніх оглядів на A. punctulata (Kaupp & amp Alvarez, 2016 Kaupp & amp Strünker, 2017 Wachten, Jikeli, & amp Kaupp, 2017) або Strongylocentrotus purpuratus сперма (Darszon, Guerrero, Galindo, Nishigaki, & Wood, 2008 Darszon, Nishigaki, Beltran, & Trevino, 2011 Nishigaki et al., 2014). Найважливіші компоненти сигналізації показані на рис. 1 А. Зв’язування реактату з хеморецептором, розташованим уздовж джгутика сперми, активує клітинний сигнальний шлях. Хеморецептор належить до сімейства гуанілатциклаз, що охоплюють мембрани (GC), які синтезують клітинний месенджер 3 ′, 5 ′ циклічного гуанозинмонофосфату (цГМФ) (Garbers et al., 1988 Kaupp et al., 2003). Першою сигнальною подією є підвищення цГМФ. Своєю чергою, цГМФ відкриває K + -селективні циклічні нуклеотид-керовані (CNGK) канали, і іони K + залишають клітину (Bönigk et al., 2009 Galindo, de la Vega-Beltrán, Labarca, Vacquier, & Darszon, 2007 Strünker та ін., 2006). Наступна гіперполяризація - мембранний потенціал (Vм) у стані спокою становить близько −50 мВ — викликає одночасне підвищення внутрішньоклітинного рН (рНi) та концентрації Na + ([Na +]i) через специфічний для сперматозоїдів обмінник Na + /H + з напругою (sNHE) (Lee & amp Garbers, 1986 Nomura & amp Vacquier, 2006 Seifert et al., 2015 Wang, King, Quill, Doolittle, & amp Garbers, 2003 Windler et та ін., 2018). Залуження зміщує залежність від напруги специфічного для сперматозоїдів каналу Ca 2 + CatSper (катіонного каналу сперми) до більшої негативної напруги. Цей зсув дозволяє CatSper відкриватися під час відновлення після гіперполяризації (Seifert et al., 2015). Подальше зростання внутрішньоклітинної концентрації Ca 2 + ([Ca 2 +]i) модулює джгутиковий удар. Відновлення від гіперполяризації включає в себе внутрішній струм Na +, що переноситься через активовані гіперполяризацією та циклічні нуклеотид-керовані (HCN) канали (Gauss, Seifert, & Kaupp, 1998 Seifert et al., 2015), закриття каналів CNGK при гідролізі цГМФ-терапія (PDE) або їх поєднання. Відновлення базових рівнів Ca 2 + здійснюється за допомогою обмінника Na + /Ca 2 + /K + (NCKX) та Ca 2 + -АТФази (PMCA) (Gunaratne & amp Vacquier, 2006 Su & amp Vacquier, 2006, 2006). 1 В показує чотири головні сигнали під час хемотаксісу: зміна Vм, рНi, [Na +]iта [Ca 2 +]i вимірюється в пристрої з зупиненим потоком, як пояснюється далі в тексті. Накладені відповіді на флуоресценцію ілюструють послідовність сигнальних подій: спочатку гіперполяризація, потім одночасний експорт Н + та імпорт Na + і, нарешті, підвищення Са 2 +.

Рис.1. Модель сигнального шляху, що керує хемотаксичним керуванням A. punctulata сперматозоїди. (А) Зв’язування реакції хемоатрактанта з рецептором хемоатрактанта (ГХ) стимулює синтез цГМФ, який відкриває К + канали (CNGK) і гіперполяризує клітину. Гіперполяризація активує натрієво -протонний обмінник (sNHE), що випливає з внутрішньоклітинного луження, що зміщує залежність Ca 2 + каналу CatSper від напруги до більш негативних мембранних потенціалів. Під час відновлення після гіперполяризації, можливо, цьому сприяє активність каналу HCN1/HCN2, канали CatSper відкриваються, і Ca 2 + надходить у клітину. Нарешті, Са 2 + екструдується, і базальні рівні відновлюються за допомогою Na + /Ca 2 + -K + -обмінника (NCKX) та насоса Ca 2 + (PMCA). (B) Сигнали відображають зміни Ca 2 + (синій, Fluo-4), Vм (червоний, FluoVolt), рНi (зелений, pHrodo Red) та Na + (чорний, ANG2). Сперму спочатку змішували з ASW, а потім стимулювали фотовивільненням цГМФ із цГМФ у клітині DEACM. Сигнали реєстрували зі сперми тієї ж тварини, а потім вирівнювали за УФ-імпульсом.

Панель (A): Змінено після Kaupp, U.B., & ampamp Strünker, T. (2017). Сигналізація в спермі: більше відрізняється від подібної. Тенденції клітинної біології, 27, 101–109.


Мишача сперма проявляє хемотаксис до аллурину, усіченого члена сімейства секреторних білків, багатих цистеїном

Аллурин, білок 21 кДа, виділений з яєчного желе жаби Xenopus laevis, раніше було продемонстровано залучення сперми жаб у двокамерному та мікроскопічному аналізах. Клонування та секвенування кДНК показало, що аллурин є усіченим членом сімейства секретованих білків, багатих цистеїном (CRISP), до складу яких входять білки, що зв’язують сперму ссавців, які, як вважається, відіграють роль у сперматогенезі, ємності сперми та зв’язуванні яйцеклітин у ссавці. Тут ми показуємо, що аллурин є хемоатрактантом для сперми миші, що визначається 2,5-кратною стимуляцією проходження сперматозоїдів через пористу мембрану та аналізом траєкторій сперматозоїдів у градієнті аллурину, що спостерігається за сповільненою мікроскопією. Хемотаксис супроводжувався загальною зміною траєкторії від кругової до лінійної, тим самим збільшуючи рух сперматозоїдів вздовж осі градієнта. Аллурин не збільшував швидкість сперматозоїдів, хоча він викликав помірне збільшення частоти биття джгутиків. Помічено, що алурин, кон’югований з Oregon Green 488, зв’язується з субекваторіальною областю головки сперматозоїда миші та із середньою частиною джгутика. Ці результати показують, що сперматозоїди зберігали здатність зв'язуватися та реагувати на усічені білки Crisp протягом 300 мільйонів років еволюції хребетних.

Основні моменти

► Сперматозоїди миші виявляють спрямовану рухливість до аллурину, хемоаттрактанта амфібій. ► Орегонський зелений кон'югований аллурин зв’язується зі спермою миші за специфічним для регіону шаблоном. ► Allurin стимулює помірне збільшення частоти ударів. ► У сперматозоїдів миші не спостерігається збільшення швидкості у відповідь на аллурин. ► Сперматозоїди зберегли реакцію на алурин протягом 300 мільйонів років еволюції.


Результати і обговорення

Для перевірки функції калаксину в регуляції рухливості сперматозоїдів у хемотаксисі ми використовували інгібітор нейрональних білків сенсорної групи кальцію репаглінід, який специфічно зв’язується з калаксином у джгутиках сперми (мал. S1) (13). Ми спочатку запитали, чи відіграє калаксин найважливішу роль у хемотаксисі сперми. Під час хемотаксичних рухів сперматозоїди демонструють унікальний поворотний рух, пов’язаний із зміною джгутика на асиметричну форму хвилі, за яким слідує прямий рух (11). Ми спостерігали хемотаксичний рух сперматозоїдів до скляного капіляра, заповненого SAAF, за відсутності та присутності репаглініду (рис. 1А ). Сперматозоїди в контрольній штучній морській воді (ASW) з 0,5% (об/об) розчинника (ДМСО) показали дуже сильний хемотаксис до скляного капіляра. Однак сперма в ASW, що містить 150 µM репаглінід, не виявляла унікального поворотного руху і демонструвала менш ефективний хемотаксис (рис. 1А ). Аналіз індексу хемотаксису за лінійним рівнянням (LECI) (11) кількісно показав значно знижену хемотаксичну властивість, яку сприяє репаглінід при 𾄀 µM (рис. 1Б ). Швидкість плавання сперматозоїдів не показала різких змін після лікування репаглінідом (рис. 1C. ). Одна з гіпотез полягає в тому, що втрата хемотаксичної поведінки репаглінідом може бути викликана впливом на К.АТФ канали (13). Однак лікування глібенкламідом, специфічним KАТФ інгібітор каналів, не впливав на хемотаксичну поведінку (рис. 1Б ). Ці дані свідчать про те, що калаксин необхідний для хемотаксису сперматозоїдів.

Репаглінід пригнічує хемотаксис сперматозоїдів. (А) Траєкторії сперми до заповненого SAAF капіляра (червоний) за відсутності (Верхня) та наявність (Нижче) 150 µM репаглініду. (Масштабна смуга, 100 µm.) Показано траєкторії трьох репрезентативних сперматозоїдів (Правильно). (Б) Кількісне визначення хемотаксису за допомогою LECI. n = 12 �. (C.) Репаглінід істотно не змінює швидкість плавання сперматозоїдів під час хемотаксису. n = 30. (D) Псевдокольоровий дисплей [Ca 2+]i оскільки сперматозоїди пливуть до хемоатрактанта за відсутності (ДМСО) або присутності 150 µM репаглініду. Траєкторії сперматозоїдів та положення щодо хемоатрактанта (червоний) показані на псевдокольоровому дисплеї джгутикової частини (Правильно). (Е) Максимальна інтенсивність флуоресценції Fluo-8H джгутикової частини під час хемотаксису. Лікування репаглінідом не змінює максимум [Ca 2+]i. n = 12�. Стрілки в А і D вказують напрямок руху. *Стор < 0,01 проти 0 µM **Стор < 0,001 проти 0 µM.

Хемотаксис сперматозоїдів супроводжується коливанням [Ca 2+ ]i збільшення, з наступними змінами асиметрії джгутиків (Фільм S1). Виключити можливість того, що репаглінід змінює хемотаксис шляхом інгібування коливальних [Ca 2+]i збільшення, ми порівняли [Ca 2+ ]i динаміка, що візуалізується за допомогою Fluo-8H під час хемотаксису сперми за відсутності та присутності репаглініду. Сперма, оброблена репаглінідом, показала тимчасове збільшення [Ca 2+]i поблизу хемоатрактанта, подібного до контрольної сперми (рис. 1D Фільм S2). Середня максимальна інтенсивність флуоресценції Fluo-8H під час хемотаксису не впливала на репаглінід (рис. 1Е ). Ці результати свідчать про те, що інгібування репаглініду форми джгутикових хвиль не обумовлено впливом на [Ca 2+]i, але для прямої дії на калаксин.

Щоб зрозуміти, як репаглінід пригнічує хемотаксис, асиметрія форми хвилі джгутика була детально проаналізована за допомогою високошвидкісної камери. У хемотаксичному повороті сперматозоїди демонструють тимчасову зміну джгутикової асиметрії (рис. 2А Фільм S3). Сперматозоїди, оброблені репаглінідом 150 µM, продовжували демонструвати тимчасову асиметрію джгутиків, але траєкторія руху була нестабільною через неповне обертання, що призвело до менш ефективного хемотаксичного руху (Фільм S4). Цікаво, що сперматозоїди, оброблені репаглінідом, не могли витримати асиметричну форму хвилі і швидко повернулися до симетричної форми, на відміну від контрольних сперматозоїдів, які демонстрували сильну асиметрію протягом одного витка (рис. 2).А , зірочки Фільми S3 та S4). Детальний аналіз показав, що сперма, оброблена репаглінідом, показала множинні асиметричні зміни за один оборот (рис. 2Б , наконечники стріл Мал. 2C. ), а тривалість асиметричного стану зменшилась (рис. 2). Б, Центр, і D ). Таке зменшення тривалості може призвести до втрати сильного повороту, необхідного для хемотактичного руху. Хвиля джгутика складається з великого головного вигину (P-вигин) та меншого зворотного вигину (R-вигин) (9) (див. Рис. S3). Асиметрія форми джгутикових хвиль на хемотаксичному повороті супроводжувалася як збільшенням кривизни Р-вигину, так і зменшенням кривизни Р-вигину. Оброблена репаглінідом сперма досягла асиметрії форми хвилі, подібної до такої у контрольних сперматозоїдів (рис. 2Б , Правильно), і в результаті максимальні асиметричні показники були такими ж, як і у контрольних сперматозоїдів (рис. 2Е ). Зменшення тривалості асиметричної форми хвилі і, як наслідок, відновлення симетричної форми хвилі призвело до слабкої орієнтації руху сперми на хемоатрактант.

Лікування репаглінідом зменшує стійкість асиметричної форми джгутикових хвиль на хемотаксичних витках. (А) Послідовні зображення сперматозоїдів. Зірочки відповідають спочатку одному або двом наконечникам стріл Б. (Б) (Вліво) Траєкторії сперматозоїдів за один поворот. Стрілки вказують напрямок руху. Стрілки вказують на точки асиметрії. (Центр) Асиметричний індекс. Сирі дані в крапках згладжуються (суцільна лінія). (Правильно) Максимальні кривизни джгутиків основного (синього) і зворотного (червоного) вигину протягом одного хемотаксичного повороту. (C.) Кількість асиметрій під час одного хемотактичного ходу збільшується репаглінідом. n = 8 �. (D) Репаглінід значно скорочує тривалість однієї асиметрії. n = 12�. (Е) Максимальний асиметричний показник під час хемотаксису репаглінідом суттєво не змінюється. n = 6 �. *Стор < 0,05 проти 0 µM, **Стор < 0,01 проти 0 µM.

Далі, для вивчення прямого впливу репаглініду на джгутикові аксонеми, ми використовували модель, в якій сперматозоїди були демембраніровані 0,04% тритоном Х-100 і реактивовані 1 мМ АТФ. До розчину, що активується, додавали різні концентрації Ca 2+ і аналізували форму хвилі сперми. Реактивована сперма показала залежні від Ca 2+ зміни асиметрії форми джгутикових хвиль, як повідомлялося раніше (8). Джгутики сперми демонстрували більш асиметричну форму хвилі в розчинах, що містять високу концентрацію Ca 2+ ( рис. 3 А і Б ). Аналіз асиметричних індексів при різних [Ca 2+]i показали, що асиметрія джгутиків стала значною при вмісті більше ніж 10 𢄦 M Ca 2+ (рис. 3Б ). Однак згинання джгутиків відновленої сперми, обробленої репаглінідом 150 µM, було послаблене при високих концентраціях Ca 2+, хоча згинання джгутиків поширювалося при низьких концентраціях Ca 2+ (рис. 3C. ). Порівняння кривизни вигину вздовж довжини джгутиків при концентраціях Ca 2+ між 10 � M (pCa10) і 10 𢄥 M (pCa5) показало, що обробка репаглінідом значно погіршує поширення вигину, особливо на дистальній частині джгутиків у pCa5 ( Рис. 3C. ). Подібний ефект спостерігали специфічні антитіла проти калаксину (рис. 3D ). Це загасання хвилі відбулося як в P-вигині, так і в R-вигині на pCa5 і в P-вигині при pCa10 (рис. 3 C. і D ). Лікування глібенкламідом не впливало на амплітуду джгутиків як при низьких, так і при високих концентраціях Ca 2+ (рис. S2). Інгібітор кальмодуліну W-7 дещо знизив кривизну P-вигину, але він не викликав значного послаблення кривизни джгутиків (рис. S2), що вказує на те, що послаблення кривизни джгутиків пов'язано зі специфічним інгібуванням калаксину, а не CaM-подібних білків в аксонемі.

Калаксин регулює поширення асиметричного згинання джгутиків, пригнічуючи ковзання мікротрубочок, керованих динеїном. (А) Схема згинання джгутика при pCa10 (Вліво) і pCa5 (Правильно). Кожні 5 мс вибирали двадцять форм згинання. Кривизна джгутиків нанесена на відстань від основи джгутика (Нижче). Дані з 20 форм хвиль перезаписуються. (Б) Були нанесені джгутикові асиметричні показники джгутиків моделі демембранованої сперми при різних концентраціях Ca 2+. n = 18 �. *Стор < 0,05 проти pCa10, **Стор < 0,001 проти pCa10. (C. і D) Картина згину джгутика та кривизна при pCa10 (Вліво) і pCa5 (Правильно) у присутності 150 µM репаглініду (C.) або антитіла проти калаксину (D). (Внизу) Максимальна кривизна джгутика на відстані від основи джгутика нанесена для P-вигинів та R-вигинів. n = 30 �. *Стор < 0,01, **Стор < 0,001.

Калаксин має три мотиви, що зв’язують Ca 2+ (EF-рука) (амінокислоти 62�, 98� і 151�) (12). Зв'язок кальцію з калаксином досліджували за допомогою ізотермічної калориметрії титрування (ITC рис. 4А ). Дані ITC для Ca 2+ можуть бути пристосовані до моделі послідовного зв'язування з трьома сайтами, що відповідає прогнозу мотивів (рис. 4А ). Два з трьох мотивів EF-рук демонстрували ендотермічне зв'язування (∆H1 = 8,0 ккал/моль і К.а1 = 2,3 × 10 5 M 𢄡 ∆H2 = 5,1 ккал/моль і К.а2 = 2,2 × 10 5 M 𢄡), а один був екзотермічним сайтом (∆H3 = 𢄣.4 ккал/моль і К.а3 = 3,5 × 10 4 M 𢄡). Позитивна ентальпія відображає гідрофобні взаємодії, як у випадку зв'язування Ca 2+ з кальмодуліном (14) та (+)-абсцизової кислоти (ABA), що зв'язується з PYL1 (15).

Зв’язування Ca 2+ з калаксином пригнічує транслокацію мікротрубочок, керовану динеїном. (А) Калориметрія ізотермічного титрування, що показує три сайти зв’язування Ca 2+ в калаксині. (Внизу) Розташування трьох мотивів, що зв’язують Ca 2+ EF-руки, у калаксині. (Б) Послідовні зображення темного поля транслокації мікротрубочок при pCa10 або pCa5 у присутності або відсутності калаксину. Стрілки вказують напрямок переміщення. Стрілки показують мінусові (жовті) або плюсові (зелені) кінці мікротрубочок. (C.) Швидкість переміщення мікротрубочок. (Верхня) Калаксин різко пригнічує транслокацію при pCa5. n = 73 �. (Нижче) Репаглінід (n = 40 �), антикалаксинові антитіла (n = 107�), і мутація в EF-руці 2 калаксину (n = 89�) скасувати опосередковане калаксином пригнічення транслокації мікротрубочок. Відкритий бар, контрольний закритий бар, наявність репаглініду, антикалаксинового антитіла або мутанта калаксину. *Стор < 0,01, **Стор < 0,001. (D) Запропонована модель функції калаксину в хемотаксисі сперми. Хемоатрактант викликає приплив Ca 2+ і збільшує [Ca 2+]i викликає асиметрію форми джгутикової хвилі. Зв’язування Ca 2+ призводить до конформаційної зміни калаксину, його асоціації з моторним доменом динеїну, пригнічення ковзання мікротрубочок та поширення асиметричної хвилі, необхідної для руху повороту.

Нарешті, оскільки калаксин є вагомим кандидатом на пряме регулювання рухової активності динеїну (12), ми запитали, чи модулює калаксин ковзання полімеризованих синглетних мікротрубочок очищеним динеїном зовнішньої руки in vitro. Після того, як динеїн зовнішнього плеча був прикріплений до предметного скла в камері, додавали мікротрубочки в присутності 1 мМ АТФ і реєстрували транслокацію мікротрубочок (рис. 4Б Фільми S5, S6, S7 та S8). Динейн зовнішньої руки від Циона сперматозоїди, переміщені мікротрубочками при 4,6 ± 1,5 μm/s при pCa10. Збільшення концентрації Ca 2+ до pCa5 мало впливало на швидкість транслокації (рис. 4C. ). Однак додавання калаксину значно зменшило швидкість транслокації мікротрубочок при pCa5 (рис. 4C. ). Репаглінід скасував придушення транслокації мікротрубочок на pCa5 (рис. 4C. ). Специфічне антитіло проти калаксину також скасувало пригнічуючий ефект калаксину (рис. 4C. ). Для того, щоб порушити зв'язування Ca 2+ калаксину, ми підготували мутант калаксину із заміщенням E118A у мотиві EF-руки 2 (рис. 4А ). Мутант E118A калаксину не показав пригнічення транслокації мікротрубочок навіть при pCa5 (рис. 4C. ).

Аналіз Хламідомонада Мутанти вказують, що динеїни зовнішнього плеча мають істотне значення для перетворення асиметрії форми хвилі у відповідь на зміну концентрації Ca 2+ (16 �). Калаксин зв'язується з важким ланцюгом динеїну зовнішнього плеча (12, 19) і пригнічує ковзання мікротрубочок при високих концентраціях Ca 2+ (рис. 4). Б і C. ). Таке придушення, ймовірно, потрібно для поширення асиметричного вигину. Фактично, як P-, так і R-вигини демембранованих сперматозоїдів послаблюються під час лікування інгібітором калаксину репаглінідом (рис. 3C. ) або антитілами проти калаксину (рис. 3D ). Під час хемотаксису сперматозоїдів, оброблених репаглінідом, асиметрична форма хвилі не поширюється, а стає передчасно симетричною (рис. 2А ). Загальновизнано, що поширення згину джгутиків є результатом поперемінного ковзання дублетних мікротрубочок, що приводиться в рух динейнами. Механічний зворотний зв’язок з одного вигину впливає на ковзання мікротрубочок у сусідньому вигині (20). Отже, придушення ковзання мікротрубочок калаксином може вплинути на сусідній вигин для поширення асиметричної форми хвилі (рис. 4D ).

Перетворення асиметричної форми сигналу в Хламідомонада джгутики зустрічаються при � 𢄦 M Ca 2+ у дикого типу, але не у зовнішніх безруких мутантів (17). АТФ-чутливе зв'язування мікротрубочок Хламідомонада динеїн зовнішнього плеча є критичним між � 𢄦 M і � 𢄥 M Ca 2+ (21). Хоча базальний рівень [Ca 2+]i занадто низький (㰐 𢄧 M), щоб оцінити за допомогою Fluo-8H у Циона сперматозоїди, максимальний асиметричний індекс під час хемотаксичного руху повороту (рис. 2Е ) було порівнянно з таким у демембранованих сперматозоїдів при � 𢄥 M Ca 2+ (рис. 3Б ), що припускає, що максимальний [Ca 2+ ]i під час хемотаксичного повороту становить � 𢄥 М. Ця пропозиція сумісна з тим, що [Ca 2+]i збільшується з 10 𢄧 до 10 𢄦 M завдяки хемоаттрактантному сперакту у морських їжаків (22). Пригнічення ковзання мікротрубочок in vitro є значним при � 𢄥 M (рис. 4C. ) і узгоджується як з реакцією Ca 2+ у джгутиках сперматозоїдів (рис. 3), так і з гідрофобною взаємодією, утвореною зв'язуванням Ca 2+ з двома мотивами EF-руки, як це пропонується з ITC (рис. 4А ). Ці результати додатково підтверджують ідею про те, що Ca 2+ -залежне придушення активності транслокації мікротрубочок динеїну калаксином є необхідною умовою для руху повороту під час хемотаксису сперми (рис. 4).D ). Таким чином, регуляція динеїну зовнішнього плеча, опосередкованого Са2+, вважається критичною для правильного розповсюдження асиметричної форми джгутикових хвиль. Це дослідження демонструє не тільки істотну роль калаксину в хемотаксисі сперматозоїдів, але і значення динеїну зовнішньої руки в Са 2+ -залежній регуляції асиметричного згину джгутиків. Оскільки калаксин зазвичай присутній у метазойних віях та джгутиках (12), подальші дослідження, ймовірно, призведуть до важливих відкриттів у Са 2+ -залежній регуляції різних процесів, опосередкованих війками.


Чи будуть сперматозоїди виявляти хемотаксис щодо сахарози? - Біологія

Поведінкові риси сперматозоїдів адаптовані до репродуктивної стратегії, яку використовує кожен вид. У поліандрогенних видів сперматозоїди часто утворюють рухливі скупчення, які можуть бути вигідними для конкуренції зі спермою інших самців [1]. Незважаючи на цю передбачувану перевагу для репродуктивного успіху [2, 3], мало відомо про те, як сперматозоїди утворюють такі функціональні збірки. Раніше ми повідомляли, що самці прибережного кальмара Loligo bleekeri продукують дві морфологічно різні еусперматозоїди, які пов’язані з різно різною поведінкою спарювання [4]. Чоловіки -супутниці та кросівки використовують два різних місця осіменіння: одне всередині і одне за межами тіла самки відповідно. Тут ми показуємо, що сперма вивільняє молекулу, яка самопритягується, яка викликає роїння тільки сперматозоїдів кросівок. Ми визначили CO2 як хемоаттрактант сперматозоїдів і мембранно-зв'язана джгутикова карбоангідраза як її сенсор. Нижня передача сигналів є результатом утворення позаклітинного H+, внутрішньоклітинного ацидозу та відновлення після ацидозу. Ці сигнальні події викликають залежну від Са 2+ залежність від повороту, що призводить до хемотаксичного роїння. Ці результати висвітлюють біфуркаційну еволюцію сперматозоїдів, що лежить в основі окремих стратегій запліднення цього виду.

Графічний реферат

Основні моменти

► Маленькі підступні самці кальмарів виробляють сперматозоїди, які роїться до CO2 ► Кросівки, але не супутники, сперматозоїди підкислюють свій внутрішньоклітинний рН за рахунок позаклітинного підкислення карбоангідразою ► Відновлення після внутрішньоклітинного ацидозу викликає Ca 2+ -залежне хемотаксичне роїння ► Роїння спермою кросівок може бути еволюційною адаптацією до тактики злучки


Переваги мікромасштабування

Використання мікрофлюїдного пристрою для цих експериментів є вигідним, оскільки допомагає отримати більш реалістичне середовище для вивчення хемотаксису сперми. The sizes of fallopian tubes can range from 7 to 12 cm. in length, but the diameter of tube is normally less than 1 cm. Therefore, it makes sense that this kind of assay would be performed on a device that is relatively of the same scale. While the channel sizes for our device are definitely much smaller than that of the correct anatomical structure, the use of a microscale device will facilitate more accurate results than say an assay that is much larger than that of anatomical structures. Furthermore, it is unlikely that larger models would be able to efficiently capture what we are trying to assess. The gradients in larger devices would take longer to diffuse, and it would potentially take longer for sperm to detect. In a microfluidic assay, the gradients will form rather quickly, and it should take no time at all for the sperm to detect the gradients and to migrate more quickly.


Результати і обговорення

Attractant Plumes Surrounding Eggs.

Field measurements within giant kelp forests (Macrocystis pyrifera) previously characterized the mixing properties of fluid into which abalone naturally spawn (13). These determinations specified the range of fluid-dynamic conditions for testing in present laboratory trials. Shears were 4.8 to 13.4 s −1 in adjacent open habitats, in contrast to 0.3 to 2.4 s −1 within the native crevices and under ledges where adult red abalone live and spawn (13). Spawning abalone thus aggregated at sites where water motion was substantially retarded (Fig. 1).

Theoretically, surface areas and volumes of egg-derived tryptophan plumes peaked in still water or in weak shears and decreased thereafter (Fig. 2 and Table S1). Weak shears (0.1–0.5 s −1 ) and slow flows [Pe of 1.5–7.5 Peclet number is a dimensionless ratio, reflecting flow speed (i.e., advection) relative to coefficient of molecular diffusion for l -tryptophan) resulted in elevated concentrations that decreased with increasing distance from an egg. The plumes thus expanded along the principal flow axis, relative to diffusion alone (i.e., still water Fig. 2Б and Table S1). In contrast, strong shears (2.0–10.0 s −1 ) and fast flows (Pe of 30–151) rapidly reduced tryptophan concentrations below threshold in all but a very small region near the eggs (Fig. 2 Е і G). Consequently, plume-maximizing shears were those most closely simulating flows in native spawning habitats (13).

Theoretical concentration distributions (nmol L −1 , in pseudocolor) of tryptophan surrounding red abalone eggs (black spheres) in still-water and in Taylor–Couette flows. Each plot is a 2D slice, cut through the center of an egg (АG). White arrows denote flow velocity vectors (speeds and directions). The x axis is parallel to the direction of flow and the y axis is orthogonal to flow, but parallel to the direction of shear. Tryptophan plumes were produced through 3D numerical simulations that used a coupled convection-diffusion model, taking into account egg rotation rate at each shear, and assuming a constant and continuous tryptophan release over the entire egg surface for 4 min at 0.18 fmol egg −1 min −1 (SI Materials and Methods). Model parameters (flow speed and direction, fluid shear, attractant release rate and diffusion coefficient, egg diameter and rotational velocity, water temperature) accurately portrayed conditions in our current experiments on sperm behavior, gamete encounter rates, and fertilization success. (Scale bar, 200 μm.)

Effects of Chemical Communication and Fluid Shear on Sperm Behavior.

Results of Taylor–Couette flow experiments strongly supported the theoretical predictions, validating the physical model of tryptophan plume dynamics (Матеріали та методи provides details on Taylor–Couette apparatus and experimental protocols). Sperm swam faster and navigated directly toward egg surfaces within the predicted plumes (Fig. 3 А і Б та 4 А і C.). In contrast, male gametes positioned outside of the plumes swam slower and did not orient significantly with respect to an egg (Figs. 3 А і C. та 4 Ф і H). Shear exerted a strong modulatory effect on sperm behavior (Tables S2 and S3). Swim speed and orientation toward an egg peaked at the weakest shears tested (0.1–0.5 s −1 ) and then decreased as shear strengthened. At 2.0 to 10.0 s −1 , flow-generated torques increasingly overwhelmed sperm behavior (13). These higher shears prevented male gametes from swimming actively across streamlines. Sperm aligned parallel to streamlines and cells tumbled at frequencies predicted by theory for passively transported particles (13). Whereas weak shears promoted, strong shears inhibited sperm locomotory performance and suppressed the attractant plume of egg-derived chemical signals.

(А) Representative swimming paths of individual red abalone sperm surrounding conspecific eggs in FSW as a function of shear. For each experimental treatment, a dashed line denotes the predicted behavioral threshold concentration (3 × 10 −10 mol L −1 ). This line demarcates the theoretical active space (i.e., closer to egg) from inactive space (i.e., further from egg) of an attractant plume. Active space was defined as the portion of a plume maintaining tryptophan greater than the threshold level that caused faster sperm swimming and orientation with respect to a chemical gradient. Small circles are successive digital images of sperm heads captured at 0.033-s intervals, and each arrowhead denotes the direction of travel for an individual cell. Sperm displacement caused by flow was subtracted on a frame-by-frame basis, so each computer-generated path reflects the actual track swum. To eliminate selection bias, a random numbers generator was used in choosing representative paths for each flow treatment. Orientation rosettes show distributions of directional tracks by sperm populations positioned inside (Б) або за межами (C.) the active spaces of hypothesized tryptophan plumes. За Б і C., complete data sets, not representative paths, were used to establish distributions and in calculating mean unit vector lengths (r) and angular headings (θ) relative to a line between each sperm head and the center of an egg. Sperm moving directly toward an egg would follow a 0° heading. A Rayleigh test (z-value) was used to compare each mean direction against a uniform circular distribution, and to calculate the Стор значення. Sperm orientation toward an egg was significant inside the predicted active space at 0, 0.1, 0.5, 1.0, and 2.0 s −1 (В. test: u ≥ 2.65, n ≥ 26 Стор < 0.04, all comparisons).

Effects of fluid shear on direction of sperm swimming with respect to an egg (А і Ф) (as described in more detail in Fig. 3), direction of sperm swimming with respect to flow (Б і G), sperm translational swim speed (C. і H), sperm encounter rate with a theoretical, tryptophan active space surrounding an egg (D), and sperm–egg encounter rate (Е). Male gametes were imaged while swimming either “inside” or “outside” the active spaces of theoretical tryptophan plumes. Complete data sets, not representative paths, were used to establish mean unit vector lengths (r) with respect to an origin in А, Б, Ф, і G. Experiments were performed in the presence of FSW alone (solid line) or with addition of active or denatured tryptophanase (dotted or dashed lines, respectively). Each dependent variable was described as a function of log-shear, using least-squares regression to establish the best fit (Ф tests for FSW and denatured enzyme treatments: Ф ≥ 7.39, df ≥ 1, 116 Стор < 0.001, all comparisons). Symbols are mean values (±SEM), and error bars are smaller than symbol sizes in some cases.

Effects of Chemical Communication and Fluid Shear on Sperm–Egg Encounter Rate and Fertilization Success.

Straighter and faster paths need not indicate that chemically mediated behavior increases encounter rates, or ultimately enhances fertilization success. As a function of shear, magnitudes of sperm swim speed and orientation (relative to an egg surface), male–female gamete contact rates, and percentages of fertilized eggs, all were highly correlated (Pearson product–moment correlation, r 2 ≥ 0.73, df = 6 Стор < 0.05, all comparisons Figs. 4 and 5 and Tables S2–S5). Thus, fertilization success could be forecasted accurately from sperm swimming behavior alone.

Effects of fluid shear on fertilization success (i.e., percentage of fertilized eggs). Egg density was held constant (10 3 cells mL −1 ) and, in separate treatments, sperm density was tested at (А) 10 6 , (Б) 10 5 , or (C.) 10 4 cells mL −1 . Experiments were performed in the presence of FSW alone (solid line) or with addition of active or denatured tryptophanase (dotted or dashed lines, respectively). Fertilization success was described as a function of log-shear, using least-squares regression to establish the best fit (Ф tests: Ф ≥ 50.5, df ≥ 1, 58 Стор < 0.001, all comparisons). Symbols are mean values (±SEM), and error bars are smaller than symbols in some cases.

Similar trends emerged across all sperm treatments. The percentages of fertilized eggs peaked at 0.1 to 0.5 s −1 , and then decreased as shear increased. At sperm concentrations of 10 5 and 10 4 cells mL −1 , maximal percentages of fertilized eggs were approximately 1.5 times those measured in still water (Fig. 5 Б і C.). In contrast, the maximal value decreased (1.2 times) slightly at a higher sperm density (10 6 cells mL −1 ), as overall fertilization levels approached saturation (an asymptote of 100% eggs fertilized Fig. 5А). Compared with still water, fertilization success was elevated significantly at 0.1 to 0.5 s −1 , was approximately the same at 1.0 to 2.0 s −1 , and was depressed significantly at 4.0 to 10.0 s −1 (Fig. 5 and Table S5). Weak shears therefore promoted sperm chemoattraction as well as reproductive success.

As always, correlation does not imply causation. Whereas results showed a strong association between egg-derived attractant plumes and sperm behavioral performance, these experiments were not designed to show a cause-and-effect relationship. Consequently, we determined whether eliminating the chemical signal around eggs would prevent fertilization. Freshly spawned eggs and sperm were placed in Taylor–Couette chambers containing filtered seawater (FSW) as before, but now with addition of activated or denatured (i.e., boiled) tryptophanase (2 μg mL −1 ). This enzyme, when active, selectively digests free tryptophan in solution.

The addition of activated tryptophanase had profound consequences for sperm–egg interactions. First, the enzyme did not affect sperm membranes, receptors, or behaviors, or the proclivity of male or female gametes for fertilization (22). It did, however, extinguish the signal surrounding an egg, as evidenced by sperm inability to navigate within hypothesized plumes, even from a distance of 100 μm, or less (Fig. 6 and Tables S6 and S7). HPLC indicated no measurable accumulation of tryptophan in seawater, when both enzyme and eggs were present. Second, elimination of the tryptophan and sperm chemoattraction precipitated a significant decrease in gamete encounter rate and fertilization success (Figs. 4 and 5 and Tables S8 and S9). Conversely, there was no decay in sperm navigation (toward an egg) and swim speed, encounter rate, or fertilization with the denatured tryptophanase (Figs. 4 and 5, Fig. S2, and Tables S6–S9). Tryptophan release by eggs, therefore, was a causative agent and critical determinant of fertilization success.

Effects of fluid shear and tryptophanase on representative swimming paths of individual red abalone sperm (А) and on orientation distributions of directional tracks by sperm populations positioned inside (Б) або за межами (C.) of theoretical tryptophan plumes surrounding eggs. All experimental procedures and analyses, except for enzyme addition, were the same as described for Fig. 3. A Rayleigh test (z-value) was used to compare each mean direction against a uniform circular distribution, and to calculate the Стор значення. Sperm orientation toward an egg was not significant in still water and at each tested shear (В. tests: u ≤ 1.38 Стор ≥ 0.39).

Sperm chemoattraction and fluid shear each had significant effects on fertilization dynamics. Which process plays the ascendant role? To answer this question, we performed a series of stepwise multiple regressions on the fertilization data. Taken as a whole, our experiments measured percentages of fertilized eggs over a wide range of shears (0–10 s −1 , from abalone spawning to open kelp forest habitats), sperm densities (10 4 –10 6 cells mL −1 , from sperm-limiting to sperm-saturating conditions), and in the presence of active or denatured tryptophanase. Shear—not chemoattraction—explained most (55–64%) of the variation in fertilization success at low sperm densities (10 4 and 10 5 sperm mL −1 Table S10). In contrast, at a high sperm density (10 6 mL −1 ), chemoattraction had a significantly greater impact (67% of variation in fertilization). Thus, shear dominated chemical communication only under limiting sperm conditions. Shear did not damage either sperm or eggs (13). Instead, acting to facilitate or inhibit, it modulated the strength of chemically mediated, gamete interactions.

Chemical Communication, Fluid Shear, and Evolution of Sexual Reproduction.

The evolution of gamete size and morphology is a major unsolved problem in reproductive biology. Under conditions in which reproductive success is chronically limited by sperm availability, adults and gametes are under selection for mechanisms that increase sperm–egg contact (25). One such mechanism could involve changes in the physical size of the egg, because enlarging the “target” increases the probability of sperm–egg collision (25 ⇓ –27). Models of evolution have focused, traditionally, on postzygotic consequences of egg size for larval or juvenile survivorship (28, 29). Another implication of the target size hypothesis, however, is that prezygotic benefits to fertilization could drive the evolution of egg size and, in turn, anisogamy (25).

To date, theoretical models of gamete size evolution have not considered effects of fluid motion on sperm–egg encounter probabilities. Because shear is a natural feature of nearly all reproductive habitats, it may exert strong selective pressure on gamete morphology. In fact, shear initiates egg rotation at an angular velocity directly proportional to gamete size (i.e., radius) (11, 13, 30). As a consequence of this rotation, fluid accelerates when it approaches an egg, compressing or closing streamlines and locally increasing shear stress near an egg surface. The likelihood of sperm “slipping” around an egg surface, rather than encountering it, increases significantly with rotation rate (13). Thus, a larger egg is not always a better target.

For red abalone, chemoattraction provides a cheap evolutionary alternative for increasing egg target size without enlarging cytoplasmic and/or cell volume. Egg cytoplasm is an expensive commodity. It contains a vast array of organic molecules and provides a rich biochemical environment for synthesizing natural products after fusion, as required in embryo development (31). In contrast, the free amino acid l -tryptophan is taken up by maternal abalone from a dietary source and incorporated directly in egg cytoplasm during oogenesis. Thus, signal production, as well as release (via diffusion), consumes little or no metabolic energy and expends less than 1% of total cytoplasmic tryptophan reserves (24). Whereas tryptophan acts as a sperm attractant, it also is a precursor for synthesizing many neurotransmitters and neuromodulators. As a metabolic substrate essential to the development of the larval nervous system, tryptophan could be an honest indicator of egg fitness for prospective sperm suitors (32). Furthermore, red abalone eggs stop releasing tryptophan as they age and become infertile (24). Our results, therefore, suggest that endogenous signaling pathways have been coopted for external communication, as an adaptation to increase the likelihood of reproductive success. Because egg signaling and sperm response are possibly tuned to meet specific fluid-dynamic constraints, shear may act as a critical selective pressure that drives gamete evolution and determines fitness.


Cell migration

Cell migration is a central process in the development and maintenance of multicellular organisms. Processes such as tissue formation during embryonic development, wound healing, and immune responses, all require the orchestrated movement of cells in particular directions to specific locations. Errors during this process have serious consequences, including intellectual disability, vascular disease, tumor formation and metastasis. An understanding of the mechanism by which cells migrate may lead to the development of novel therapeutic strategies for controlling, for example, invasive tumor cells.

Cells often migrate in response to specific external signals, including chemical signals and mechanical signals. Due to a highly viscous environment, cells need to permanently produce forces in order to move. Cells achieve active movement by very different mechanisms. Many less complex prokaryotic organisms (and sperm cells) use flagella or cilia to propel themselves. Eukaryotic cell migration typically is far more complex and can consist of combinations of different migration mechanisms. It generally involves drastic changes in cell shape which are driven by the cytoskeleton, for instance a series of contractions and expansions due to cytoplasmic displacement. Two very distinct migration scenarios are crawling motion (most commonly studied) and blebbing motility.

The migration of cultured cells attached to a surface is commonly studied using microscopy. As cell movement is very slow (only a few µm/minute), time-lapse microscopy videos are recorded of the migrating cells to speed up the movement. Such videos reveal that the leading cell front is very active with a characteristic behavior of successive contractions and expansions. It is generally accepted that the leading front is the main motor that pulls the cell forward.

Міграція клітин: Phase images of BSC 1 cells migrating in a scratch assay in the absence of serum over a period of 15 hours.


The stochastic dance of circling sperm cells: sperm chemotaxis in the plane

Biological systems such as single cells must function in the presence of fluctuations. It has been shown in a two-dimensional experimental setup that sea urchin sperm cells move toward a source of chemoattractant along planar trochoidal swimming paths, i.e. drifting circles. In these experiments, a pronounced variability of the swimming paths is observed. We present a theoretical description of sperm chemotaxis in two dimensions which takes fluctuations into account. We derive a coarse-grained theory of stochastic sperm swimming paths in a concentration field of chemoattractant. Fluctuations enter as multiplicative noise in the equations for the sperm swimming path. We discuss the stochastic properties of sperm swimming and predict a concentration-dependence of the effective diffusion constant of sperm swimming which could be tested in experiments.

Export citation and abstract BibTeX RIS

GENERAL SCIENTIFIC SUMMARY Introduction and background. Sensing the environment and moving actively in it are fundamental aspects of life. In many species, sperm cells can sense chemical cues from the egg and as a response actively steer towards the egg. This phenomenon of sperm chemotaxis is commonly studied in a two-dimensional experimental setup. In the absence of chemoattractant, sperm cells swim along circular paths. In the presence of a chemoattractant concentration gradient, however, their swimming circles drift on average gradient-upwards. A pronounced variability of the swimming paths is usually observed.

Main results. We develop a theoretical description of sperm chemotaxis taking into account nonequilibrium fluctuations. We employ a stochastic differential geometric description of the noisy swimming paths. We make a prediction about the effective diffusion coefficient of sperm swimming circles which can be tested in experiments: in our theory, this diffusion coefficient depends on the chemoattractant concentration measuring this dependence should reveal properties of the chemotactic signaling network such as its sensitivity threshold.

Wider implications. We have studied a particular biological example of cell locomotion guided by cellular signaling sytems which have to cope with imperfect sensory inputs and signal processing and still navigate the cell in a robust way. Similiar demands apply not only to sperm cells, but to many active cellular processes guided by external signals and in particular the locomotion of many microorganisms.

Малюнок Simulated sperm swimming path (green) in a concentration gradient of a chemoattractant (blue). The sperm cell is equipped with a cellular signaling system which elicits a noisy chemotactic swimming response. The resulting sperm swimming path can be described as a swimming circle whose center (red) moves stochastically with net drift gradient-upwards.

This article was amended on 19 December 2008 to include the email address for F Jülicher.


Перегляньте відео: Вирусы: виды, устройство и способы заражения клетки (Листопад 2022).